Bradford-Proteinkonzentrationsrechner

Der Bradford-Proteinassay bleibt eine der gebräuchlichsten kolorimetrischen Methoden zur Quantifizierung von Gesamtprotein in gereinigten Proben, Lysaten und Prozesszwischenprodukten. Nach der Farbstoffbindung meldet ein Spektrophotometer die Absorbanz—typischerweise nahe fünfhundertfünfundneunzig Nanometern—und Labore wandeln diesen Messwert mit einer Standardkurve aus bekannten Proteinstandards wie BSA in Konzentration um. Dieser Bradford-Proteinkonzentrationsrechner akzeptiert die blankkorrigierte Probenabsorbanz zusammen mit Steigung und Achsenabschnitt einer angepassten linearen Standardkurve A gleich m mal C plus b, multipliziert optional mit einem Verdünnungsfaktor, wenn die gemessene Vertiefung verdünnt wurde, und liefert die Stockkonzentration mit einem stabil gerundeten numerischen Vertrag.

Wie Bradford-Absorbanz zur Proteinkonzentration wird

Coomassie Brilliant Blue G-250 verschiebt sein Absorbanzspektrum, wenn es unter sauren Assaybedingungen an Protein bindet, sodass Vertiefungen mit mehr Protein blauer erscheinen und bei der Assay-Wellenlänge eine höhere Absorbanz lesen. Absolute Absorbanz allein ist keine universelle Konzentration: Farbstoffcharge, Temperatur, Weglänge, Proteinzusammensetzung und Geräteblank verschieben die Antwort. Labore bereiten daher eine Reihe von Standards bekannter Konzentrationen vor, messen deren Absorbanzen nach demselben Protokoll wie die Unbekannten und passen ein lineares Modell der Form Absorbanz gleich Steigung mal Konzentration plus Achsenabschnitt über den linearen Arbeitsbereich an.

Sobald Steigung m und Achsenabschnitt b bekannt sind, invertieren Sie jede Probenabsorbanz A zur Konzentration C gleich (A minus b) geteilt durch m. Wurde die Probe vor dem Assay verdünnt—beispielsweise fünffach, damit die Ablesung in der Standardkurve bleibt—ist die unverdünnte Stockkonzentration dieser invertierte Wert multipliziert mit dem Verdünnungsfaktor. Diese Fähigkeit passt die Standardkurve nicht für Sie an, mittelt keine Replikat-Vertiefungen und wendet keine nichtlinearen Vier-Parameter-Logistikmodelle an; sie wendet die lineare Inversion an, der Sie bereits aus Tabellenkalkulation oder Plattenreader-Software vertrauen.

Nullsteigung wird abgelehnt, weil Division durch null keine Konzentration liefert. Leicht negative berechnete Konzentrationen können auftreten, wenn eine verrauschte Probe unter dem Achsenabschnitt liegt; die Arithmetik liefert die Zahl trotzdem, damit Qualitätskontrollskripte außerhalb des Bereichs liegende Vertiefungen markieren können, statt sie hinter einem stillen Clamp auf null zu verbergen.

Labor-Workflows, Grenzen und Suchintention dieses Werkzeugs

Typischer Workflow: Führen Sie BSA- oder andere Proteinstandards aus, passen Sie den linearen Bereich an, um Steigung und Achsenabschnitt zu erhalten, blankkorrigieren Sie die Probenabsorbanz, geben Sie diese drei Zahlen ein, setzen Sie die Verdünnung, wenn das gemessene Aliquot verdünnt wurde, und protokollieren Sie die Konzentration neben der Probenkennung. Proteinreinigungsfraktionen, Equal-Loading-Kontrollen von Zelllysaten, ELISA-Probenvorbereitung und Lehrlabore brauchen dieselbe deterministische Inversion ohne erneutes Öffnen einer Tabelle.

Grenzen: Dieses Werkzeug ersetzt nicht den Bedarf an Standards, korrigiert nicht die nichtlineare Farbstoffantwort bei hoher Proteinlast, rechnet nicht zwischen BSA-Äquivalent und echter Analytmasse für jede Proteinspezies um und wählt keine Einheiten—Ergebnisse liegen in den Konzentrationseinheiten der Standardkurve (häufig Mikrogramm pro Milliliter oder Milligramm pro Milliliter). Verdünnen Sie Proben, die über dem höchsten Standard liegen, in den linearen Bereich und übergeben Sie den Verdünnungsfaktor statt blind zu extrapolieren. Die Suchintention dieser Seite umfasst Bradford-Proteinkonzentrationsrechner, Bradford-Assay-Absorbanz zu Konzentration, Protein-Standardkurve Steigung Achsenabschnitt online und A595-Proteinquantifizierung aus linearer Regression.